Laboratoire 9: Vitesse de conduction des nerfs

Objectifs

1. Mesurer la vitesse de conduction dans un arc réflexe humain, en utilisant le tendon d’Achille comme initiateur d’un réflexe et la contraction du muscle gastrocnémien comme réponse (enregistrement extracellulaire).
2. Pour mesurer le seuil, la vitesse de conduction et la période réfractaire du nerf sciatique d’un nerf de grenouille en stimulant le nerf et en mesurant la réponse à travers des électrodes d’enregistrement externes (enregistrement extracellulaire).
3. Pour mesurer le seuil et la vitesse de conduction d’un axone géant de ver de terre à l’aide d’électrodes d’enregistrement externes.
4. Pour mesurer la vitesse de conduction du nerf sciatique humain à travers des électrodes d’enregistrement externes (enregistrement extracellulaire).

Vitesse de conduction dans les nerfs: Contexte

Un neurone est une cellule spécialisée dans la transmission des impulsions nerveuses. L’axone est la partie du neurone qui conduit les impulsions; l’axone est généralement une longue excroissance, ou processus, qui éloigne les impulsions du corps cellulaire d’un neurone vers les cellules cibles.
Un influx nerveux, également appelé potentiel d’action, est le signal transmis le long d’un axone qui permet aux cellules nerveuses de communiquer et d’activer de nombreux systèmes différents dans un organisme. Un potentiel d’action peut provenir du cerveau et entraîner un mouvement délibéré ou être impliqué dans un arc réflexe indépendant du cerveau. Un potentiel d’action peut être transmis à une cellule musculaire, provoquant une contraction musculaire.
Les neurones ont la propriété de pouvoir générer des potentiels d’action. Le potentiel d’action est causé par une modification de la perméabilité de la membrane neuronale. Ce changement de perméabilité entraîne une modification de la distribution des ions à travers la membrane. La modification de la distribution des ions entraîne une modification de la charge électrique (potentiel) à travers la membrane. Les changements de potentiel électrique peuvent être détectés expérimentalement lorsque le potentiel d’action passe le long de l’axone du neurone.
Les changements de potentiel électrique de l’axone peuvent être détectés et affichés sur un appareil d’enregistrement en laboratoire par l’une des deux méthodes de base:

1. Enregistrement intracellulaire : Deux électrodes sont placées de part et d’autre de la membrane du neurone, l’une à l’intérieur de la cellule et l’autre à l’extérieur. Un changement de différence de potentiel entre les électrodes est enregistré lorsque les ions entrent et sortent de la cellule. Cette technique est réalisée sur de gros neurones isolés.
2. Enregistrement extracellulaire: Une paire d’électrodes est placée à l’extérieur du neurone. Un changement de potentiel entre les deux électrodes est mesuré et enregistré sous forme d’AP biphasique lorsque le potentiel d’action passe le long du neurone. Cette méthode ne mesure pas le flux d’ions mais la différence nette de potentiel lorsque le potentiel d’action passe d’abord une électrode, puis l’autre électrode. Cette méthode présente le net avantage qu’elle peut être utilisée pour enregistrer le passage d’un potentiel d’action (comme dans un muscle) de la surface du corps et est également utilisée pour enregistrer les potentiels d’action de nerfs entiers (contrairement à la perforation de neurones individuels).

Dans le laboratoire d’aujourd’hui, vous utiliserez l’enregistrement extracellulaire: Chez la grenouille et l’homme, vous enregistrerez à partir d’un nerf, qui est un faisceau de neurones chacun avec son propre seuil, plutôt que d’un seul neurone. Dans le ver de terre, vous enregistrerez à partir d’axones géants. Vous visualiserez non seulement le potentiel d’action, mais déterminerez également la vitesse à laquelle le potentiel d’action se déplace le long d’un nerf dans chacun de ces organismes.

Powerlab agira comme un oscilloscope numérique à 2 canaux. Le temps sera enregistré sur l’axe X et la tension sur le Y. Le temps et la sensibilité peuvent être ajustés sur chaque canal. Une caractéristique utile de PowerLab est que l’opérateur peut lancer un balayage de l’écran (c’est-à-dire que l’ordinateur commence à échantillonner). C’est ce qu’on appelle le DÉCLENCHEUR. Le déclencheur vous permet de capturer la période immédiatement après un événement. Il est possible de “déclencher” l’ordinateur, de commencer à collecter des données (à balayer), en même temps que le stimulus est appliqué. Ainsi, un enregistrement de l’événement stimulant et du moment où le Potentiel d’action apparaît (latence) peut être mesuré. Dans cette application de la gâchette, l’ordinateur est réglé pour générer un seul balayage lors de la stimulation du tendon d’Achille humain ainsi que du nerf de grenouille. Le temps peut être mesuré sur l’axe X. Vous utiliserez le canal 1, où le déclencheur sera affiché, et le canal 3, où les réponses seront enregistrées. La configuration du PowerLab est légèrement différente pour l’enregistrement de l’axone géant du ver de Terre, mais la théorie est similaire.

La vitesse de conduction du potentiel d’action est déterminée en mesurant la distance parcourue (longueur du nerf en m) et en la divisant par le temps (sec) nécessaire pour compléter l’arc réflexe, également appelé latence.

Vitesse de conduction = distance (m) / temps (sec).

1. La mesure de la distance est relativement simple. Cela peut être fait à l’aide d’une règle ou d’un ruban à mesurer.
2. La mesure du temps est plus compliquée. Les potentiels d’action voyagent très rapidement; par conséquent, les temps à mesurer sont très faibles et nécessitent une instrumentation plus sophistiquée. L’ordinateur avec PowerLab, comme l’oscilloscope, est idéal pour mesurer des événements qui se produisent dans un temps très court.

La vitesse de conduction d’un neurone particulier est corrélée au diamètre du nerf et à la myélinisation. La myéline, une substance riche en lipides, agit comme une isolation pour augmenter la vitesse de conduction des neurones vertébrés. Les invertébrés manquent de neurones myélinés et la vitesse de conduction de leurs potentiels d’action augmente principalement en raison de l’augmentation du diamètre des axones. De nombreux invertébrés ont des axones “géants” spécialisés, comme le ver de terre, qui conduisent des potentiels d’action très rapidement.

Rédigez des tableaux de données dans votre cahier de laboratoire pour enregistrer la tension de seuil nécessaire pour obtenir un potentiel d’action chez la grenouille et le ver de terre (Axone géant médial et latéral). À partir des trois essais chronométrés, enregistrez le temps entre l’artefact de stimulus et le potentiel d’action (latence en ms) et mesurez la distance comme décrit dans le manuel. Calculez la vitesse de conduction en m / s pour le nerf sciatique humain, le nerf sciatique de la grenouille et les axones géants médiaux et latéraux du ver de terre et entrez vos données sur la fiche technique de la classe. Calculez la vitesse de conduction moyenne pour chacun en utilisant les données de classe.

Vitesse de conduction dans un Arc Réflexe humain

Lorsque le tendon d’Achille est étiré après avoir été tapé avec un marteau réflexe, le potentiel d’action induit est conduit vers le haut de la jambe jusqu’à la moelle épinière et vers le bas où il provoque la contraction du muscle gastrocnémien (mollet). Pour déterminer la vitesse de conduction, la distance parcourue par le potentiel d’action est mesurée et le temps entre le taraudage du tendon et la contraction du muscle est mesuré à l’aide du logiciel PowerLab et ADinstruments.

L’Arc Réflexe: Un arc réflexe est initié en étirant un tendon, une action qui stimule les récepteurs d’étirement dans le muscle. Ces récepteurs d’étirement répondent en initiant un potentiel d’action dans les neurones sensoriels. Le potentiel d’action traverse ces neurones sensoriels jusqu’à la moelle épinière où ils se synapsent directement avec les motoneurones. L’excitation retourne au muscle gastrocnémien où elle provoque une contraction du muscle. Ainsi, le tendon initialement étiré est ramené à sa longueur d’origine par contraction, complétant l’arc réflexe.
La fonction de ce type d’arc réflexe est de maintenir la posture. Les muscles s’étirent continuellement et reviennent à leur longueur initiale sans l’intervention du cerveau. Notez que cette réponse est monosynaptique. Le neurone sensoriel se synapse directement avec le motoneurone dans la moelle épinière; il n’y a pas d’interneurone impliqué.
L’électromyogramme (EMG): est un enregistrement d’une contraction musculaire qui peut être prélevée de la peau au-dessus d’un muscle. Un potentiel d’action se déplace dans un nerf, à travers une jonction nerf / muscle et dans un muscle. Dans le muscle, le potentiel d’action se propage dans tout le muscle, provoquant une contraction des fibres musculaires. Le passage des potentiels d’action peut être détecté par des électrodes placées sur la peau au-dessus du muscle, qui lorsqu’elles sont amplifiées (comme dans l’ECG) peuvent être affichées sur un écran d’ordinateur.
Le marteau réflexe: est un marteau à percussion utilisé pour tester les réflexes. Le marteau que vous utiliserez a été modifié de sorte que lorsqu’il frappe le tendon, le marteau ferme un circuit et génère un petit signal. Ce signal est utilisé pour déclencher un balayage par l’ordinateur.

Procédure expérimentale

1. Placez le sujet sur le bord du banc de laboratoire afin que ses jambes pendent librement. Fixez deux électrodes pré-jellées au corps du muscle du mollet (gastrocnémien), un peu à gauche ou à droite de la ligne médiane. Les deux électrodes doivent être placées de manière à ce que leurs bords extérieurs se touchent en ligne verticale sur le muscle (Voir figure ci-dessous). Une troisième électrode de masse doit être placée sur l’os de la cheville. Fixez les câbles aux électrodes appropriées: vert pour le sol (sur l’os de la cheville) et noir et blanc pour le muscle du mollet.

C

Fig. 9.1. A, Schéma d’un arc réflexe chez un humain. Lorsque le récepteur d’étirement est stimulé par le marteau, le potentiel d’action remonte les fibres sensorielles jusqu’à la moelle épinière et se synapse sur les fibres motrices, Le potentiel d’action redescend ensuite vers le nerf pour provoquer la contraction musculaire que nous observons comme un réflexe. B, Deux électrodes sont placées sur le mollet, proches l’une de l’autre comme indiqué. La troisième électrode doit être placée sur une surface osseuse, telle que la genouillère ou la cheville. C, fichiers de configuration LabChart 8.

Pour faire un ENREGISTREMENT EMG:

1. Ouvrez le fichier: “Paramètres de test EMG”. Si vous ne trouvez pas ce fichier sur le bureau, demandez à votre professeur.
2. Pour collecter un EMG: Le sujet du test doit être assis et ses jambes et ses pieds détendus. Appuyez sur DÉMARRER en bas à droite de l’écran. Soulevez doucement les orteils du sujet pour étirer le tendon d’Achille à l’arrière de sa jambe et serrez fermement le tendon d’Achille du sujet avec la partie en caoutchouc noir du marteau. Enregistrez plusieurs EMG en frappant la partie en caoutchouc noir du marteau sur le tendon d’Achille et en observant le réflexe en Ch. 3. Répétez jusqu’à ce que vous ayez 3 EMG représentatifs.
3. Lorsque vous avez un bon jeu de 3 EMG (voir fig. 9.2), mesurer le temps avec le curseur depuis le début du stimulus (à zéro) jusqu’au milieu du premier pic. Répétez sur différents enregistrements et en moyenne trois.
4. Enregistrez les données dans votre manuel de laboratoire et sur la feuille de calcul fournie par votre instructeur.
5. Utilisez le ruban à mesurer pour mesurer la distance en centimètres entre le point d’impact sur le tendon d’Achille du sujet et le point approximatif où la cage thoracique rencontre la colonne vertébrale (c’est-à-dire la longueur du nerf sensoriel), puis jusqu’à la première électrode sur le gastrocnémien (c’est-à-dire la longueur du nerf moteur). Reportez-vous à la diapositive PowerPoint fournie par votre instructeur pour un schéma de la façon de prendre cette mesure.
6. Enregistrez la longueur, puis calculez et enregistrez la vitesse de conduction.

Fig. 9.2. Un échantillon d’un GEM enregistré sur l’ordinateur à l’aide de PowerLab. Le signal de déclenchement est sur l’entrée 1 (Ch1) à l’instant 0 et l’EMG est sur Ch3 (appelé Signal Brut). Placez le marqueur “M” en haut du premier pic de l’EMG. Le temps affiché indique le temps écoulé entre le signal de déclenchement et la réponse du gastrocnémien, c’est-à-dire le temps mis par les potentiels d’action pour se propager le long des neurones sensoriels du nerf sciatique jusqu’à la moelle épinière et le long des motoneurones jusqu’à la première électrode (supérieure) du gastrocnémien.

Vitesse de conduction dans un nerf sciatique de grenouille

Un potentiel d’action est initié dans le nerf sciatique disséqué d’une grenouille (Rana pipiens ou Xenopus laevis) par un stimulateur (un dispositif permettant de délivrer des stimuli électriques précis). Le potentiel d’action se déplace le long du nerf et est détecté au passage de deux électrodes externes (selon la méthode 2 décrite dans l’introduction) et la réponse détectée est amplifiée et affichée sur l’écran de l’ordinateur. La trace sur l’ordinateur du stimulus et de la réponse est déclenchée par le stimulus; le temps et la distance sont mesurés et la vitesse peut ensuite être calculée.

Potentiel d’action composé: Un nerf est une collection des axones de nombreux neurones. Les axones peuvent avoir des épaisseurs différentes et donc leurs potentiels d’action auront des tailles et des vitesses différentes. Les potentiels d’action, enregistrés de l’extérieur du nerf (extracellulaire), sont connus sous le nom de potentiel d’action composé et représentent la somme des potentiels d’action déclenchés par les neurones individuels. (voir Fig. 9.3A).

Fig. 9.3. A, Schéma d’un potentiel d’action biphasique en tant qu’enregistrement extracellulaire d’un nerf. Le stimulus est appliqué à l’extrémité gauche du nerf. B, Vue dorsale du membre postérieur gauche et de la colonne vertébrale de la grenouille exposée.
Le nerf sciatique est le gros nerf allant de la moelle épinière au muscle gastrocnémien. Il contient à la fois des neurones sensoriels et des neurones moteurs (c’est le nerf qui est stimulé lorsque vous étirez le tendon d’Achille humain). Dans ce laboratoire, la grenouille aura été anesthésiée, sacrifiée et doublement pilée (son cerveau et sa moelle épinière auront été détruits). Vous devrez peut-être enlever la peau.

Pour disséquer le nerf sciatique

1. Séparez doucement les muscles dorsaux de la cuisse avec vos doigts et utilisez une sonde en verre émoussé pour révéler le nerf sciatique blanc et les vaisseaux sanguins qui l’accompagnent (voir Fig. 9.3B). Libérez le nerf du tissu environnant de la cuisse à l’aide d’un crochet en verre émoussé. Coupez le muscle et le tissu conjonctif autour du nerf pendant que vous tenez le nerf à l’écart. Essayez de ne pas étirer le nerf et évitez de le toucher avec du métal pour éviter d’endommager le nerf.
2. Gardez le nerf humide avec des anneaux amphibiens (une solution qui contient des ions à la même concentration que dans le sang de la grenouille).
3. Attachez un fil étroitement autour de l’extrémité du genou du nerf. Ensuite, coupez le nerf sous la ficelle et aussi près que possible du genou.
4. Soulevez doucement le nerf en soulevant le fil, puis disséquez le nerf jusqu’à son origine dans la moelle épinière. Faites très attention à cette dissection, en particulier dans la région pelvienne. Gardez le nerf humide avec des anneaux jusqu’à ce qu’il soit prêt à être placé dans la chambre nerveuse.

Configuration de la chambre nerveuse

1. Ouvrez le fichier frog CAP sur le bureau. Placez doucement le nerf sur les cinq ou six premières électrodes en commençant par le côté gauche de la chambre (voir instructeur). L’extrémité nerveuse du côté gauche de la chambre doit être l’extrémité antérieure du nerf. Les extrémités antérieure et postérieure du nerf sont codées par couleur avec une ficelle. Consultez votre instructeur si vous n’êtes pas sûr du code couleur.
2. Couvrez la chambre nerveuse avec le couvercle en plastique et assurez-vous que le nerf est toujours en contact avec les fils après avoir fermé le couvercle. Connectez les électrodes de stimulation et d’enregistrement comme vous le voyez sur les photos ci-dessous. Vous aurez également une copie de la photo dans le classeur bleu sur votre banc. Vérifiez la disposition de vos électrodes avec votre instructeur avant de continuer.

Pour enregistrer un Potentiel d’action composé

1. Vérifiez que le fichier est réglé pour démarrer avec une stimulation de 0,05 V (hauteur d’impulsion). Pour stimuler le nerf à ce réglage initial, appuyez sur le bouton démarrer en bas à droite de l’écran.
2. Augmentez maintenant la tension de hauteur d’impulsion (stimulus) par intervalles de 0,05 V en cliquant sur la flèche vers le haut. Ne changez pas le max. valeurs de taux de répétition (retard) ou de largeur d’impulsion (durée) pour cette partie de l’expérience. Tout ce que vous allez changer, c’est la hauteur de l’impulsion (tension). Lorsque vous cliquez sur la flèche vers le haut, l’amplitude augmentera de 0,01 V à chaque clic, vous devrez donc cliquer plusieurs fois sur cette flèche. Appuyez sur démarrer et observez la trace à l’écran. Continuez à augmenter la tension en 0.Incréments de 05 V.
3. Finalement, au seuil, le potentiel d’action composé devrait commencer à apparaître comme une déviation dans la ligne de base.
4. Enregistrez la tension de seuil (hauteur d’impulsion)
5. Continuez à augmenter progressivement la tension (mais ne l’augmentez jamais au-dessus de 1 V) jusqu’à ce que l’amplitude du potentiel d’action composé cesse d’augmenter (indiquant que le nombre maximal de fibres nerveuses répond). À mesure que des tensions plus fortes stimulent des axones supplémentaires, le potentiel d’action composé augmentera en amplitude.
6. Lorsque vous avez deux potentiels d’action composés qui atteignent la même amplitude de crête (proche si fine), enregistrez la tension.
7. Choisissez une tension légèrement inférieure au maximum. Générer un potentiel d’action à cette tension. Mesurez le temps avec le curseur entre le début du stimulus et le milieu du premier pic de la réponse biphasique (voir figure 9.4). Enregistrez ceci comme la latence (le délai entre un stimulus et l’initiation d’un AP) dans votre table de données. Générez deux autres potentiels d’action à cette même tension et enregistrez leur valeur de latence.
8. Vérifiez la distance entre la deuxième électrode de stimulation et la première électrode d’enregistrement (doit être d’environ 5 mm avec cet appareil). En utilisant cette distance et vos valeurs de latence enregistrées, calculez la vitesse de conduction pour les trois essais et faites la moyenne de vos résultats pour obtenir une vitesse de conduction moyenne.

Comment la réponse peut-elle augmenter en amplitude lorsqu’un potentiel d’action a des propriétés “tout ou rien”?

Ce phénomène de réponse graduée illustre les différences de seuil qui existent entre les différentes tailles de fibres qui composent le nerf. N’oubliez pas que vous enregistrez à partir d’un nerf, un gros faisceau de neurones, chacun avec un seuil différent. Si la tension de stimulus augmente lentement et en douceur, vous pouvez observer des sauts discrets dans l’amplitude du potentiel d’action composé lorsque différentes classes de seuil de fibres nerveuses sont “recrutées”. Au fur et à mesure que vous augmentez l’amplitude, plus de neurones atteignent leur seuil et contribuent à l’augmentation de la taille du potentiel d’action du composé. Finalement, à mesure que la tension de stimulus augmente, un point sera atteint lorsque la forme d’onde du potentiel d’action cessera de changer. À ce stade, toutes les fibres du nerf capables de répondre au stimulus sont stimulées (figure 9.4). C’est une réponse maximale.

Enregistrez et enregistrez tous vos essais sur le bureau. C’est une bonne idée d’enregistrer les données fréquemment (sous le menu Fichier: enregistrer sous) – dans le dossier de cours lab sur le bureau). Assurez-vous d’inclure votre section animal et laboratoire dans votre nom de fichier.

Fig. 9.4. Un exemple de potentiels d’action composés (trace supérieure) à une force de stimulus croissante (trace inférieure) enregistrés à partir du nerf sciatique d’une grenouille à l’aide du logiciel LabChart 8. Des traces correspondant à plusieurs enregistrements sont superposées. Les stimuli de plus grande force produisent des potentiels d’action composés biphasiques de plus grande amplitude.

Pour mesurer la Période réfractaire
Lorsque deux stimuli sont appliqués au nerf en succession très rapide, certains ou la totalité des neurones qui composent le nerf sont incapables de répondre au second stimulus car les canaux sodiques sont inactivés. Ils sont réfractaires au deuxième stimulus.

1. Ouvrez le fichier réfractaire frog. La hauteur d’impulsion (amplitude/tension du stimulus) est préréglée dans ce fichier à 0,5 V et ne sera pas modifiée pendant cette partie de l’expérience.
2. Vérifiez que la largeur de l’intervalle d’impulsion (l’intervalle entre les deux impulsions de stimuli) est réglée à 7 ms pour démarrer.
3. Appuyez sur start.
4. Deux potentiels d’action de même hauteur séparés de 7 ms doivent apparaître (Fig. 9.5).
5. Diminuez maintenant la largeur de l’intervalle d’impulsion (intervalle de stimulus) entre les deux stimuli de 0,5 ms en cliquant sur la flèche vers le bas. Lorsque vous diminuez la largeur de l’intervalle d’impulsion entre les stimuli, l’amplitude du deuxième potentiel d’action commence à diminuer. Enregistrez la largeur de l’espace lorsque vous observez cette diminution. Ce retard représente la période réfractaire relative du nerf. Que se passe-t-il ?
6. Continuez à diminuer la largeur de l’intervalle d’impulsion. Notez que vous devrez peut-être diminuer d’intervalles plus petits à mesure que les impulsions se rapprochent.
7. Notez le moment où le deuxième potentiel d’action disparaît, tous les neurones sont réfractaires au deuxième stimulus.

Fig. 9.5. Les potentiels d’action composés stimulés par des impulsions jumelles démontrent la période réfractaire dans le nerf sciatique d’une grenouille. Des traces obtenues à partir de plusieurs enregistrements utilisant LabChart 8 sont superposées.

Seuil de conduction et vitesse dans les Nerfs des vers de terre

REMARQUE: Certaines parties de cette procédure sont modifiées à partir d’un protocole rédigé par des membres du personnel d’ADInstruments et fournies avec l’achat de l’instrumentation PowerLab.
Les vers de terre communs ont un système de fibres géantes constitué d’une seule fibre géante médiane et de deux fibres géantes latérales. Les deux fibres latérales sont reliées par de nombreuses connexions croisées et fonctionnent comme un seul axone.

Configuration expérimentale

1. Placez votre ver de terre dans une boîte de Pétri contenant 10% d’éthanol dans une solution saline pour vers de terre. Laissez le ver de terre complètement anesthésié (c’est-à-dire jusqu’à ce qu’il cesse de bouger même lorsqu’il est sondé); vérifiez après 10 minutes et très 5 minutes après cela. placez le ver sur le plateau de dissection et touchez la tête ou la queue, si vous voyez un mouvement, replacez le ver dans l’anesthésie.
2. Vérifier la connexion du fil (voir fig. 9A)
3. Placez le côté dorsal (sombre) du ver de terre vers le haut sur votre plateau de dissection. Placez la tête (avec le clitellum) en haut du plateau (fig 9.6). Veillez à ne pas étirer le ver de terre trop loin, car cela pourrait endommager le cordon nerveux.
4. Placez deux broches de stimulateur à environ 2 cm sous le clitellum. Connectez les fils du stimulateur provenant du power lab aux broches de dissection. La sonde négative (cathode, noire) doit être postérieure à la sonde positive (anode, rouge).
5. Les trois électrodes d’enregistrement (G, R1, R2) sont des fils d’argent chloré. Insérez-les doucement dans le ver comme indiqué sur la Fig. 9.6B de l’ordre de G, R1, R2 dans la section centrale du corps de la vis sans fin en dessous de l’électrode négative. Les broches peuvent être placées assez près les unes des autres. Positionner l’électrode R2 d’environ 0,5 à 1 centimètre en arrière de l’électrode R1.
6. Mesurer la distance en mm entre la deuxième électrode de stimulation (cathode noire) et la première électrode d’enregistrement (R1) et enregistrer cette mesure. C’est la distance parcourue par le potentiel d’action pendant l’enregistrement.
7. Vous devrez peut-être humidifier périodiquement l’ensemble du ver de terre avec la solution saline / éthanol à 10% à l’aide d’une pipette. Éponger l’excès de solution saline du ver avec un mouchoir en papier.

Configuration d’un PowerLab à vis sans fin B

Fig. 9.6. Une configuration PowerLab pour enregistrer les potentiels d’action des vers de terre B. Anatomie du ver de terre et placement des électrodes sur le ver de terre

Détermination de la tension de seuil pour les axones médial et latéral, calcul, vitesse de conduction et observation du recrutement de l’axone géant latéral

1. Ouvrez le fichier WormAP sur le bureau de l’ordinateur.
2. Cliquez sur Démarrer. La portée affichera un balayage. La déflexion juste après le début du balayage est causée par la propagation d’une partie de la tension de stimulus aux électrodes d’enregistrement. C’est ce qu’on appelle l’artefact de stimulus.
3. Augmentez la sortie de 0.05 volts en cliquant sur la flèche d’amplitude vers le haut dans le Stim. Panneau.
4. Répétez les étapes 2 et 3 en augmentant l’amplitude de 0,05 volts à chaque essai jusqu’à ce que vous voyiez une réponse de l’axone géant médian.
5. Lorsque vous voyez une réponse de l’axone géant médian (Fig. 9.7), enregistrer la valeur seuil. Si vous ne voyez pas de réponse et que vous utilisez un stimulus de plus de 1V, demandez de l’aide.
6. Continuez à augmenter le stimulus jusqu’à ce que vous observiez une deuxième réponse avec une période de latence plus longue (Fig. 9.7). Cliquez sur Stop et enregistrez ce seuil pour les fibres géantes latérales.
7. Enregistrez votre fichier sur le bureau.
8. Pour calculer la vitesse de conduction, placez le Marqueur au début de l’artefact de stimulus et le Curseur de forme d’onde sur le pic de potentiel d’action (Fig. 9.7). Lisez le décalage horaire dans la partie supérieure de la fenêtre de portée.
9. Divisez la distance (mesurée précédemment) entre les électrodes de stimulus et d’enregistrement par la différence de temps entre les pics pour déterminer la vitesse de conduction en mm / ms qui est facilement convertie en m / s.

Fig. 9.7. Enregistrement électrophysiologique du cordon nerveux ventral du ver de terre montrant les potentiels d’action des fibres géantes médianes et latérales.

10. Jetez votre fichier ou placez-le dans le dossier de votre section lab.

AFFECTATION

Le matériel de ce laboratoire sera inclus dans la pratique du laboratoire (avec le matériel des laboratoires 7 & 8). Assurez-vous de bien comprendre les concepts, calculs, tests statistiques et graphiques couverts.

Résultats:
Utilisez les données de toute la classe pour comparer les vitesses de conduction moyennes des trois nerfs examinés aujourd’hui. Effectuer une ANOVA comparant la vitesse de conduction (m / s) des nerfs de l’homme, de la grenouille et du ver de terre. La différence est-elle significative au niveau de probabilité de 0,05? Semble-t-il y avoir une différence de conductivité dans les nerfs de l’homme, de la grenouille et du ver de terre?

Discussion:
Les données recueillies dans ce laboratoire peuvent être comparées aux taux de conduction des nerfs documentés précédemment chez une grande variété d’animaux vertébrés et invertébrés. Vos données sont-elles cohérentes avec cet ensemble de données plus large ?

Fig. 9.8. Vitesse de conduction de l’influx nerveux en fonction du diamètre des fibres chez une variété d’animaux. Modifié à partir de Bullock et Horridge, 1965, Structure et fonction du système nerveux des invertébrés. W. H. Freeman et Compagnie.

Autres laboratoires de cette section

Lab 7: Anatomie des Vertébrés
Lab 8: Circulation et Respiration des Vertébrés