Prévalence et Certains Mécanismes Possibles de Résistance à la Colistine Chez Pseudomonas aeruginosa Multirésistante et Largement résistante aux médicaments

Introduction

Pseudomonas aeruginosa (P. aeruginosa) est un agent pathogène opportuniste, couramment présent dans des environnements tels que le sol, l’eau, les plantes et l’environnement hospitalier, avec une résistance intrinsèque connue à de nombreux antimicrobiens et la capacité de pour provoquer des infections potentiellement mortelles. Il est considéré comme la deuxième cause fréquente de septicémie dans les unités de soins intensifs (USI) et peut provoquer une pneumonie associée au ventilateur, des infections des plaies et des infections des voies urinaires (IVU). De nombreuses études ont rapporté l’augmentation de la mortalité et de la morbidité des infections associées à P. aeruginosa, en particulier celles présentant des profils de résistance à plusieurs médicaments.1-3

L’émergence de P multirésistantes aux médicaments (MDR) ou largement résistantes aux médicaments (XDR) ou résistantes aux pandrug (PDR). aeruginosa devient un problème de santé publique important qui peut entraîner un retard du traitement antimicrobien ou son échec et l’augmentation du taux de mortalité en particulier avec l’apparition de P. aeruginosa résistant aux carbapénèmes. Il faut donc faire attention car ces souches résistantes peuvent présenter une résistance à tous les antimicrobiens disponibles ou ne présenter qu’une sensibilité aux toxiques tels que la colistine ou les polymyxines, ne laissant aucun choix à l’équipe soignante dans le traitement des infections graves associées au MDR P. Aeruginosa.4

Récemment, l’émergence d’une résistance aux polymyxines a été observée chez certaines espèces d’Entérobactéries telles que K. pneumoniae, E. coli, Enterobacter aerogenes et Enterobacter cloacae en raison de sa large utilisation pour contrôler les infections en médecine vétérinaire. La résistance à la colistine est devenue un défi majeur pour le traitement des infections potentiellement mortelles, en particulier avec la coexistence des gènes mcr-1 avec d’autres gènes de résistance aux médicaments multiples comme les gènes BLSE, MBL, NDM avec la possibilité de l’émergence d’une résistance pan-médicamenteuse.5,6

La colistine, connue sous le nom de polymyxine E, est un membre d’une famille de polypeptides cationiques connus sous le nom de polymyxines. Cette famille d’antibiotiques est caractérisée par la présence d’une chaîne latérale acyle grasse lipophile. De nos jours, la colistine est réintroduite en thérapie médicale et considérée comme le dernier recours pour le traitement des infections graves causées par les taches MDR et XDR. En général, l’action des polymyxines sur les bactéries dépend principalement de l’interaction électrostatique entre l’antibiotique chargé positivement et le groupe phosphate chargé négativement du lipide A localisé sur la membrane externe après sa liaison, il diffuse à travers la membrane externe, l’espace périplasmique et interagit avec la membrane interne. Les polymyxines provoquent une déstabilisation de la membrane externe, la formation de pores, une augmentation de la perméabilité, une fuite vers le contenu cytoplasmique suivie d’une lyse cellulaire.7

La résistance à la colistine est principalement due à la modification chimique par l’addition enzymatique de phosphoéthanolamine au niveau du groupe 4ʹ-phosphate de la fraction lipidique A du lipopolysaccharide diminuant la charge nette négative de la membrane externe, ce qui entraîne une diminution de l’affinité de la polymyxine. La résistance à la colistine peut résulter d’une mutation codée sur le chromosome comme rapporté chez K. pneumoniae ou du transfert horizontal de la résistance au moyen d’un plasmide porteur d’un gène résistant à la colistine (mcr-1).8-11

L’émergence de la résistance à la colistine dans divers pays d’Asie, d’Europe et dans certains pays d’Afrique est devenue l’une des préoccupations mondiales. Comme, la dissémination de la résistance à la colistine indique sa capacité à se transférer horizontalement par plasmides conjugués ou verticalement par mutation chromosomique.12,13 En outre, la colistine étant l’une des dernières lignes de traitement des infections graves, l’émergence d’isolats de résistance à la colistine menaçant le monde par l’apparition de maladies infectieuses incurables.14 Détection de la résistance à la colistine en Égypte, pays connu pour son fardeau élevé de maladies infectieuses et la présence de restrictions faibles ou inexistantes sur l’utilisation d’antimicrobiens en médecine vétérinaire et en médecine, indiquant l’émergence de maladies incurables dans notre région en raison de la possibilité de transférer la résistance à la colistine à des bactéries hautement résistantes.15

Dans cette étude, nous étudions la prévalence de la résistance à la colistine chez les P MDR et XDR. aeruginosa isolé de patients souffrant d’une variété d’infections dans l’unité de soins intensifs (USI) de l’hôpital universitaire de Minia en Égypte.

Matériaux et méthodes

Collecte d’isolats

Cent soixante-quinze échantillons cliniques de différentes sources d’infections ont été collectés auprès de patients admis aux soins intensifs à l’Hôpital universitaire de Minia, à Minia, en Égypte, dans le cadre de procédures de routine en laboratoire hospitalier. Tous les échantillons cliniques ont été cultivés sur gélose de soja trypticase (Lab M, UK) à 37 °C et 42°C pendant 24 heures. Une colonie a été sous-cultivée sur des plaques de gélose MacConkey et de gélose cétrimide. Des colonies isolées ont en outre été identifiées en fonction de la morphologie des colonies, de la fermentation du lactose, des réactions biochimiques (y compris les tests de motilité sulfure–indole, de catalase, de fer triple sucre, d’uréase et d’oxydase), de la capacité à croître sur gélose cétrimide et à croître à 42 ° C. Les colonies de 16 P. aeruginosa ont été purifiées par stries et les colonies pures ont été stockées à 4 ° C.

Tests de sensibilité aux antibiotiques

Sensibilité aux antibiotiques par la méthode de diffusion du disque de Kirby-Bauer

La sensibilité aux antibiotiques contre différentes classes d’antibiotiques a été testée par la méthode de diffusion du disque de Kirby-Bauer.17 disques antibiotiques utilisés étaient l’amoxicilline/clavulanique (AMC) (20/10 µg), l’ampicilline/sulbactame (SAM) (20 µg), le méropénème (MEM) (10 µg), l’imipénème (IPM) (10 µg), le céfépime (FEB) (30 µg), la céfopérazone (CEP) (75 µg), la polymyxine B (PB) (300 µg), la ciprofloxacine (CIP) (5 µg), lévofloxacine (LEV) (5 µg), gentamicine (CN) (10 µg), ceftazidime (CAZ) (30 µg), tigécycline (TGC) (15 µg), amikacine (AK) (30 µg), tobramycine (CF) (10 µg), aztréonam (ATM) (30 µg), pipéracilline (PRL) (30 µg), carbénicilline (CAR) (100 µg) (Oxoïde; Basingstoke, Royaume-Uni). Les isolats ont été classés comme sensibles, intermédiaires et résistants selon les normes d’interprétation des zones d’inhibition du Clinical Laboratory standards Institute (CLSI) 2018.18

La détermination de la CMI de l’antibiotique de la colistine

La méthode de dilution sur gélose Muller-Hinton a été utilisée pour déterminer la concentration inhibitrice minimale de la colistine.19 La résistance à la colistine a été envisagée si la CMI est ≥4µg/ mL selon les directives standard du CLSI.18

Selon les résultats de la sensibilité aux antibiotiques, les isolats ont été classés en MDR, XDR et PDR selon les critères précédemment rapportés.20

Test de Diffusion combinée de disques (CDT)

Tous les isolats résistants à la colistine (CMI ≥4) ont été testés à l’aide d’EDTA de 100 mM (Sigma-Aldrich; St.268 Louis, MO, USA) pour inhiber l’activité mcr-1 car cette concentration ne présentait aucune activité antimicrobienne. Les souches bactériennes ont été cultivées sur gélose Muller-Hinton (Lab M, UK) sur laquelle trois disques ont été utilisés. Un disque a été saturé de 10 µL d’EDTA de 100 mM pour ne pas inhiber la croissance bactérienne par la concentration d’EDTA utilisée. Les deux autres disques étaient un disque de colistine de 10 µg et un disque de colistine de 10 µg plus un disque EDTA de 10 µL de 100 mM. Les isolats ont été observés pour une augmentation ≥3 mm du diamètre de la zone d’inhibition du disque de colistine/EDTA par rapport au disque de colistine.21

Altération du potentiel zêta

Les gènes mcr codent pour les enzymes des phosphoéthanolamines transférases qui fixent enzymatiquement une fraction phosphoéthanolamine (PEtN) au lipide A de la membrane externe des bactéries Gram-négatives conduisant à une réduction de sa charge négative nette conférant la résistance à la colistine.22

On a laissé les cellules bactériennes se développer en présence et en l’absence de 80 µg/mL d’EDTA. Ensuite, la suspension bactérienne a été centrifugée à 5000 tr/min pendant 5 min à 5 ° C puis les pastilles ont été lavées deux fois, après quoi les pastilles ont été mises en suspension dans 2 mL de solution stérile de NaCl de 1 mM ajustée à une turbidité de solution étalon de 0,5 McFarland. Les échantillons ont été dilués à 1:4 à l’aide de NaCl de 1 mm. Le potentiel zêta a été déterminé dans 2 mL de l’échantillon dilué. Les altérations du potentiel zêta induites par l’EDTA ont été calculées à partir du rapport de potentiel zêta (RZP = ZP + EDTA/ZP-EDTA), où ZP +EDTA et ZP-EDTA correspondent aux valeurs de potentiel Zêta obtenues pour des suspensions bactériennes cultivées en présence ou en absence d’EDTA de 80µg/mL, respectivement. RZP de valeur ≥ 2,5 considérée comme critère d’identification des souches positives mcr-1.21

Extraction d’ADN

Le modèle d’ADN a été extrait d’une culture nocturne de P. aeruginosa comme décrit précédemment.23 Une suspension de pastille bactérienne a été bouillie pendant 10 min, puis centrifugée. Le surnageant a été utilisé directement dans le test PCR.

Analyse PCR des Gènes testés

L’exotoxine A est un facteur de virulence important (un agent cytotoxique) de P. aeruginosa dans les infections cliniques. Ce facteur inhibe la biosynthèse des protéines, entraînant de grandes lésions des tissus et des organes. Le gène toxA, une séquence génétique inhérente située sur le chromosome de P. aeruginosa, est utilisé pour la confirmation de P. aeruginosa par PCR.La PCR

a été réalisée dans un volume total de 25 µL contenant 1X tampon PCR, 1 µmol/L de chaque amorce, 1 µL d’ADN génomique (environ 150 ng), 200 µmol/L de mélange dNTPs, 2 mmol/L de MgCl2 et 0,05 U/µL d’ADN polymérase Taq. Des amplifications par PCR ont été réalisées pour toxA FW: CTGCGCGGGTCTATGTGCC, RV: GATGCTGGACGGGTCGAG dans un thermocycleur automatisé (Eppendorf, Hambourg, Allemagne) dans les conditions suivantes : 30 cycles de 1 min à 94°C, 1,5 min à 63°C et 1 min à 72°C.24

Les gènes mcr-1 et mcr-2 ont été dosés par la technique de PCR conventionnelle utilisation des amorces suivantes: mcr-1 FW (5′-AGTCCGTTTGTTCTTGTGGC-3′), RV (5′-AGATCCTTGGTCTCTTG-3′) et mcr-2 Fw (5ʹ-ATGACATCACATCACTCTTGG-3ʹ), Rv (5ʹ-TTACTGGATAAATGCCGCGC-33).25,26 Les conditions techniques étaient de 34 cycles de 95°C pendant 1 min, 58°C pour mcr-1 et 52°C pendant 30s, 72°C pendant 1 min, suivis d’une extension finale de 72°C pendant 5 min.

Détermination de l’Inhibition des Pompes d’Efflux par Réduction des CMI À l’aide d’un Inhibiteur de Pompe d’Efflux (CCCP)

La méthode de dilution sur gélose a été utilisée pour la détermination des CMI à l’aide du bouillon Mueller-Hinton ajusté aux cations (Sigma-Aldrich, St Louis, USA). Les CMI du CCCP (EPI) et de la colistine ont été déterminées pour les isolats testés. Des sous-CMI de CCCP ont été utilisées pour déterminer son effet sur la CMI de la colistine; la concentration de CCCP (0,5× CMI) a été constamment maintenue aux concentrations de CMI indiquées ci-dessus tandis que celle de l’antibiotique a été augmentée en série. Les CMI des isolats à la colistine en absence et en présence de CCCP ont été déterminées en utilisant une sous-CMI de CCCP (concentration finale de 10 mg/L) comme déjà décrit.27 Les changements de pli CMI qui en résultent après l’ajout de CCCP ont été calculés comme le rapport entre le taux de CMI de l’antibiotique sans CCCP et celui de l’antibiotique ajouté au CCCP. Comme décrit précédemment par Osei Sekyere, Amoako28 qui a rapporté que le critère positif pour la présence de pompes d’efflux dans les isolats était une diminution ≥8 fois de la CMI de colistine après ajout de CCCP.

Schéma protéique de la membrane externe

Une seule colonie des isolats de P. aeruginosa testés a été cultivée dans 5 mL de bouillon LB à 37 °C pendant 2 jours sous agitation à 200 tr/min. Les cellules ont été centrifugées à 8000 tr/min pendant 5 minutes. Des pastilles bactériennes ont été mises en suspension dans 1 mL de tampon de lyse (0,05 M Tris HCL, 2% SDS, 10% glycérol), chauffées à 95°C pendant 10 minutes. Ensuite, les échantillons ont été centrifugés à 10.000 tr/ min pendant 30 min. Environ 50 µL de protéine extraite ont été mélangés avec du tampon d’échantillon (4 mL d’eau désionisée, 1 mL de Tris HCL 0,5 M, 1,6 mL de SDS à 10%, 0,4 mL de 2-mercaptoéthanol, 0,2 mL de bleu de bromophénol à 1% (p/v)) (1:1) et séparés par un gel de dodécylsulfate de sodium-polyacrylamide à 12% (SDS-PAGE).29

Profil de Gel de Lipopolysaccharide SDS-Polyacrylamide pour les isolats sensibles à la colistine et résistants à la Colistine

Les LPS des isolats testés ont été extraits et purifiés par la méthode aqueuse-phénol à chaud à l’aide de Westphal, Jann30 et ont analysé le matériau purifié à l’aide de SDS-PAGE, suivi d’une coloration à l’argent spécifique aux glucides.31

Résultats

Isolement de Pseudomonas aeruginosa et sensibilité aux antibiotiques

Sur 175 échantillons prélevés chez des patients souffrant de différentes infections, 75 échantillons (42,8 %) étaient positifs phénotypiquement pour P. aeruginosa et positif pour le gène toxA.

Les tests de sensibilité aux antimicrobiens ont révélé que les P. aeruginosa isolés étaient complètement résistants à l’amoxicilline/ acide clavulanique et une résistance élevée a été observée contre l’ampicilline/sulbactame (68%), la ceftazidime (63%) et l’azétréoname (60 %). Une résistance modérée a été observée à la fois contre la tobramycine et la tigécycline (50 % chacune). De plus, une faible résistance à l’imipénème (6 %) et au méropénème (5,3 %) a été démontrée (figure 1). Selon les résultats de sensibilité aux antibiotiques, les isolats résistants ont été classés en MDR (96%), XDR (87%) et aucun isolat n’a été classé en PDR. En outre, il a été constaté que sur 75 isolats, 16 isolats (21,3%) présentaient une résistance à l’antibiotique colistine avec une CMI ≥ 4 µg / mL (allant de 8 à 256 µg / mL).

Figure 1 Profil de résistance aux antibiotiques de tous les isolats isolés de P. aeruginosa.

La détermination des gènes Mcr-1 et Mcr-2

Du gène Mcr-1 a été détectée phénotypiquement dans les isolats résistants à la colistine par CDT où les différences entre les diamètres des zones d’inhibition des disques de colistine / EDTA et de colistine ont été mesurées à ≥ 3 mm. Les résultats ont montré que 6 isolats (37,5%) montraient une augmentation du diamètre du disque de colistine / EDTA de 3 à 10 mm par rapport au disque de colistine seul (Figure 2).

Figure 2 Détection phénotypique des isolats positifs mcr par test de diffusion combinée de disques (CDT). (A): la souche mcr-1 positive a montré une augmentation du diamètre de zone des disques contenant de la colistine et de l’EDTA ≥ 3 mm par rapport à la colistine seule. (B): l’isolat négatif mcr-1 a montré un léger changement (1 mm) du diamètre de la zone d’inhibition de la colistine et du disque d’EDTA par rapport à la colistine seule.

Altération du potentiel zêta

D’autre part, le test d’altération du potentiel zêta a été considéré comme une détection phénotypique des gènes MCR, mais les résultats n’ont montré aucun changement significatif du potentiel zêta, sauf dans 2 isolats.

Détection des gènes de résistance

La détection génétique des gènes mcr en utilisant la technique de PCR conventionnelle a révélé que 8 isolats (50%) étaient positifs pour la mcr-1, 6 d’entre eux étaient positifs pour la CDT, tandis que 100% (16 isolats) étaient négatifs pour la mcr-2.

Sensibilité aux antibiotiques des Isolats résistants à la colistine

La sensibilité de l’isolat résistant à la colistine contre d’autres antibiotiques a été déterminée par la méthode de diffusion discale de Kirby-Bauer, les résultats ont montré que 100% des isolats étaient résistants à l’Amoxicilline / clavulanique, tandis que la résistance à l’ampicilline / sulbactame, au céfépime et à la Tobramycine était respectivement de 78,12%, 71,87% et 68,75%. Les médicaments les plus efficaces étaient le méropénème, l’imipénème et la ciprofloxacine (Figure 3)

Figure 3 Profil de résistance aux antibiotiques des isolats résistants à la colistine.

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Détermination de l’Inhibition des Pompes d’Efflux par Réduction de CMI En utilisant CCCP

En étudiant l’effet de 0,5 CMI de CCCP sur la colistine CMI, il a été constaté que seuls 3/16 isolats (P6, P8 & P16) (18,75%) présentaient une réduction des CMI de colistine ≥ 8 fois (tableau 1) en présence de CCCP. D’après les résultats précédents, l’isolat no. 16 s’est avéré avoir un mécanisme d’efflux et un gène mcr-1.

Tableau 1 Isolats Résistants à la Colistine, Certains Mécanismes Possibles de Résistance à la Colistine et Leur Sensibilité à d’Autres antibiotiques

Profil de la page SDS de la membrane externe

Le tableau 2 et la figure 4 montrent que cinq bandes ont des poids moléculaires de 66,7, 56,06, 47,8, 40,18 et 23.6 KDa étaient stables dans les isolats sensibles et résistants tandis qu’une bande avec un poids moléculaire de 21 KDa n’a été trouvée que dans les souches résistantes à la colistine qui étaient P1 (mcr-1 positif) et P12 (mcr-1 négatif).

Tableau 2 Poids Moléculaires et Quantité % des Protéines Extraites de la Membrane Externe de P. Aeruginosa Résistant à la Colistine et Sensible à la Colistine

Figure 4 Membrane externe SDS – PAGE de souches résistantes à la colistine et sensibles. Voie 1: Marqueur protéique, Voie 2 et voie 3: souches résistantes à la colistine (P1 & P12), Voies 4-6: souches sensibles à la colistine.

Lipopolysaccharide (LPS) SDS-PAGE

Les lipopolysaccharides colorés à l’argent SDS-PAGE ont montré que les isolats négatifs mcr-1 résistants à la colistine (P3, P6 et P10) ne présentaient aucun motif de bandes de LPS (répétitions d’antigène O ou noyau de LPS) qui révélaient la possibilité de leur perte et la résistance de ces isolats à la colistine. D’autre part, la souche mcr-1 positive résistante à la colistine a montré des répétitions d’antigène O (Figure 5, Voie 5) qui diffèrent du modèle de répétitions d’antigène O de la souche sensible à la colistine (Figure 5, voie 4) alors que les deux présentaient un noyau LPS. Ces résultats peuvent indiquer la présence de LPS modifiés dans la souche positive mcr-1.

Figure 5 Modèle de bandes LPS. Voies 1, 2 & 3: souches négatives mcr-1 résistantes à la colistine (P3, P6 & P10, respectivement), Voie 4: souches sensibles à la colistine et Voie 5: Souche positive mcr-1 résistante à la colistine (P1). Les répétitions de l’antigène O sont mises en boîte et la flèche fait référence au noyau LPS.

Discussion

Récemment, des souches bactériennes pathogènes multirésistantes apparaissent là où la plupart des antibiotiques disponibles ne sont pas efficaces contre elles.6,32-36 Les polymyxines considérées comme le dernier recours pour le traitement des infections bactériennes multirésistantes aux médicaments, il était donc indispensable d’étudier l’émergence de la résistance à la colistine. Les polymyxines ont montré leur activité par leur interaction électrostatique entre elles et les fractions chargées négativement sur le lipide A des bactéries à Gram négatif entraînant la déstabilisation de la membrane externe et la fuite du contenu cytoplasmique et de la lyse.37,38

Il a été constaté que la cause la plus fréquente de résistance à la polymyxine est la modification du LPS par addition de 4-amino-4-désoxy-L-arabinose (Lara4N) et de phosphoéthanolamine (codée par des gènes de type mcr) ou de galactosamine au lipide A du noyau du LPS. Par conséquent, une diminution de la charge nette négative des résidus de phosphate affecte l’affinité de la polymyxine avec la membrane ou est due à l’effet des systèmes de régulation à deux composants (TCSS) arlA/ pmrB et phoP / phoQ.39

Dans notre étude, nous avons détecté une résistance à la colistine selon les résultats des CMI suivis de leurs tests de présence de phosphoéthanolamine transférase mcr-1 en utilisant des méthodes phénotypiques et la détection de mcr-1gène. Les méthodes phénotypiques dépendent du fait que la phosphoéthanolamine mcr-1 est une métalloprotéine de zinc. Ainsi, toute diminution du zinc diminuera les CMI de colistine dans les isolats positifs pour mcr-1. Étant une enzyme codant pour la mcr-1, une métalloprotéine de zinc permet d’utiliser l’EDTA comme chélateur métallique pour diminuer le zinc dans les milieux et affecter les CMI de colistine et les potentiels zêta des isolats positifs de la mcr-1.40

Notre étude a montré une prévalence élevée de P. aeruginosa (42,8%). MDR P. aeruginosa correspondait à 96 % des isolats totaux et 87 % était XDR. Prévalence élevée de P. aeruginosa résistant à la colistine (21.3%) a été détecté, ce qui peut résulter de mesures de contrôle des infections insuffisantes et d’une mauvaise utilisation d’antibiotiques bactéricides dans les unités de soins intensifs de nos hôpitaux de campagne. En outre, la colistine est largement utilisée dans nos pays dans la promotion de la croissance des animaux producteurs de denrées alimentaires, en particulier dans l’industrie avicole tandis que les carbapénèmes sont utilisés en cas d’urgence.15 Ainsi, les carbapénèmes ont montré une activité observable contre les organismes testés par rapport à la colistine. D’autre part, nos résultats ont été observés plus élevés que ceux rapportés par Liassine et al25 qui ont rapporté qu’un isolat de 300 isolats de différentes espèces bactériennes était identifié comme P aeruginosa présentant une résistance à la colistine et abritant le gène mcr-1.

Le test combiné de diffusion discale (CDT) et l’altération du potentiel zêta induite par l’EDTA ont été utilisés comme méthodes phénotypiques41,42 pour la détection du gène mcr-1. Les résultats ont montré qu’aucun isolat n’était positif pour la mcr-2 et que 8 (50%) isolats d’isolats résistants à la colistine étaient positifs pour la mcr-1 tandis que 2 isolats de ces isolats présentaient une RZP > 2,5. Sur 8 isolats positifs au mcr-1, 6 isolats étaient positifs au CDT tandis que deux isolats positifs au mcr-1 (souche No. P15 et P16) étaient négatifs pour la CDT, ce qui peut être dû à la coproduction d’un mécanisme supplémentaire de résistance à la colistine qui interfère avec l’effet de l’EDTA.21 Comme, il a été constaté que l’isolat no. P16 (mcr-1 positif et CDT négatif) était positif pour l’efflux.21,43-45 De plus, les isolats résistants à la colistine qui étaient négatifs pour la mcr-1 peuvent présenter des mutations en raison de l’utilisation à long terme d’antimicrobiens.

De plus, nous avons testé des isolats résistants à la colistine pour détecter la présence de mécanismes d’efflux à l’aide de CCCP (un inhibiteur de la pompe d’efflux) et la différence entre la protéine de la membrane externe et le profil de page SDS du LPS parmi les isolats sensibles et résistants. Nos résultats ont révélé la présence d’un mécanisme d’efflux parmi 3 isolats alors que l’un d’eux était mcr-1 positif. Le profil protéique de la membrane externe a montré une bande avec un poids moléculaire de 21 KDa dans les isolats résistants P1 (mcr-1 positif) et P12 (mcr-1 résistant à la colistine négatif). De plus, il a été constaté que les souches négatives mcr-1 résistantes à la colistine ne présentaient aucun motif de bandes LPS (répétitions d’antigène O ou noyau LPS), mais que les isolats positifs mcr-1 (P1) et sensibles à la colistine présentaient un motif de répétitions d’antigène O différent. Machado et al20 ont étudié le rôle de la pompe d’efflux dans la résistance à la colistine chez Acinetobacter baumanni et ont constaté que l’activité d’efflux contribue à l’hétérorésistance de A. baumanni en l’absence de mutation. Marjani et al43 ont montré que 22,5% des isolats isolés de P. aeruginosa étaient résistants à la colistine, ce qui est proche de nos résultats et que plus de 50% des isolats résistants à la colistine étaient positifs pour les pompes d’efflux.

Bien que le mécanisme exact de la destruction bactérienne par la colistine ou les polymyxines ne soit pas clairement connu, on sait que leur liaison aux peptides chargés positivement et au lipide A chargé négativement est une étape critique. Nous avons donc testé leur profil de page SDS LPS et une différence significative entre les souches testées a été observée. Dans une étude réalisée par Moffatt et al.46, il a été rapporté que la perte de LPS entraînait l’émergence d’A. baumanii résistant à la colistine, qui se produit en raison de l’inactivation des gènes de biosynthèse du lipide A (lpxA, lpxC ou lpxD). Les patrons protéiques de la membrane externe ont montré la présence d’une bande de poids moléculaire de 21 KDa dans les isolats résistants à la colistine qui peut correspondre à l’OprH selon celle rapportée par Nicas et Hancock47 qui ont rapporté que l’expression de l’OprH joue un rôle dans la résistance des Pseudomonas aux polymyxines et à l’EDTA car l’OprH remplace les cations divalents dans la membrane externe entraînant le blocage de l’absorption d’antibiotiques polycationiques. La découverte précédente peut expliquer pourquoi la souche no. P1 (mcr-1 positif) était négatif pour le CDT.

Conclusions

La présente étude a montré une prévalence élevée de P. aeruginosa MDR et XDR présentant une résistance à la colistine chez les patients admis aux soins intensifs souffrant de différentes infections. En outre, il a montré la présence de différents mécanismes pouvant entraîner une résistance à la colistine. Cela indique le besoin urgent de changer les stratégies de traitement antibiotique pour les humains et les animaux.