Lab 9: Leitungsgeschwindigkeit von Nerven

Ziele

1. Messung der Leitungsgeschwindigkeit in einem menschlichen Reflexbogen unter Verwendung der Achillessehne als Initiator eines Reflexes und Kontraktion des M. Gastrocnemius als Reaktion (extrazelluläre Aufzeichnung).
2. Messung der Schwelle, der Leitungsgeschwindigkeit und der Refraktärzeit des Ischiasnervs eines Froschnervs durch Stimulation des Nervs und Messung der Reaktion durch externe Aufzeichnungselektroden (extrazelluläre Aufzeichnung).
3. Zur Messung der Schwelle und der Leitungsgeschwindigkeit eines Regenwurmriesen-Axons durch externe Aufzeichnungselektroden.
4. Zur Messung der Leitungsgeschwindigkeit des menschlichen Ischiasnervs durch externe Aufzeichnungselektroden (extrazelluläre Aufzeichnung).

Leitungsgeschwindigkeit in Nerven: Hintergrund

Ein Neuron ist eine Zelle, die auf die Übertragung von Nervenimpulsen spezialisiert ist. Das Axon ist der Teil des Neurons, der Impulse leitet; das Axon ist normalerweise ein langer Auswuchs oder Prozess, der Impulse vom Zellkörper eines Neurons zu Zielzellen transportiert.
Ein Nervenimpuls, auch Aktionspotential genannt, ist das Signal, das entlang eines Axons übertragen wird und es Nervenzellen ermöglicht, zu kommunizieren und viele verschiedene Systeme in einem Organismus zu aktivieren. Ein Aktionspotential kann im Gehirn entstehen und zu einer absichtlichen Bewegung führen oder sie können an einem vom Gehirn unabhängigen Reflexbogen beteiligt sein. Ein Aktionspotential kann auf eine Muskelzelle übertragen werden, was zu einer Muskelkontraktion führt.
Neuronen haben die Eigenschaft, Aktionspotentiale erzeugen zu können. Das Aktionspotential wird durch eine Änderung der Neuronenmembranpermeabilität verursacht. Diese Änderung der Permeabilität führt zu einer Änderung der Verteilung von Ionen über die Membran. Die Änderung der Ionenverteilung führt zu einer Änderung der elektrischen Ladung (Potential) über die Membran. Änderungen des elektrischen Potentials können experimentell nachgewiesen werden, wenn das Aktionspotential entlang des Axons des Neurons verläuft.
Änderungen des elektrischen Potentials des Axons können im Labor mit einer von zwei grundlegenden Methoden erkannt und auf einem Aufzeichnungsgerät angezeigt werden:

1. Intrazelluläre Aufzeichnung: Zwei Elektroden befinden sich auf beiden Seiten der Membran des Neurons, eine innerhalb der Zelle und eine außerhalb. Eine Änderung der Potentialdifferenz zwischen den Elektroden wird aufgezeichnet, wenn sich die Ionen in die Zelle hinein und aus ihr heraus bewegen. Diese Technik wird an großen, isolierten Neuronen durchgeführt.
2. Extrazelluläre Aufzeichnung: Ein Elektrodenpaar befindet sich an der Außenseite des Neurons. Eine Potentialänderung zwischen den beiden Elektroden wird gemessen und als biphasischer AP aufgezeichnet, wenn das Aktionspotential entlang des Neurons verläuft. Diese Methode misst nicht den Ionenfluss, sondern die Nettopotentialdifferenz, wenn das Aktionspotential zuerst eine Elektrode und dann die andere Elektrode passiert. Diese Methode hat den deutlichen Vorteil, dass sie zur Aufzeichnung des Durchgangs eines Aktionspotentials (wie in einem Muskel) von der Körperoberfläche und auch zur Aufzeichnung von Aktionspotentialen von ganzen Nerven verwendet werden kann (im Gegensatz zur Punktion einzelner Neuronen).

Im heutigen Labor werden Sie die extrazelluläre Aufzeichnung verwenden: Beim Frosch und beim Menschen werden Sie von einem Nerv aufzeichnen, der ein Bündel von Neuronen mit jeweils einer eigenen Schwelle ist, und nicht von einem einzelnen Neuron. Im Regenwurm werden Sie von riesigen Axonen aufgenommen. Sie visualisieren nicht nur das Aktionspotential, sondern bestimmen auch die Geschwindigkeit, mit der sich das Aktionspotential in jedem dieser Organismen entlang eines Nervs bewegt.

Powerlab wird als digitales 2-Kanal-Oszilloskop fungieren. Die Zeit wird auf der X-Achse und die Spannung auf der Y-Achse aufgezeichnet. Zeit und Empfindlichkeit können auf jedem Kanal eingestellt werden. Eine nützliche Funktion von PowerLab ist, dass der Bediener einen Sweep des Bildschirms initiieren kann (d. H. Der Computer beginnt mit der Abtastung). Dies wird als TRIGGER bezeichnet. Mit dem Trigger können Sie den Zeitraum unmittelbar nach einem Ereignis erfassen. Es ist möglich, den Computer zu “triggern”, um Daten zu sammeln (zu fegen), während der Reiz angewendet wird. Somit kann eine Aufzeichnung des stimulierenden Ereignisses und der Zeit, zu der das Aktionspotential auftritt (Latenz), gemessen werden. Bei dieser Anwendung des Triggers ist der Computer so eingestellt, dass er bei Stimulation der menschlichen Achillessehne sowie des Froschnervs einen einzigen Sweep erzeugt. Die Zeit kann auf der X-Achse gemessen werden. Sie verwenden Kanal 1, wo der Trigger angezeigt wird, und Kanal 3, wo die Antworten aufgezeichnet werden. Das PowerLab-Setup unterscheidet sich geringfügig für die Aufnahme des Regenwurmriesen Axon, aber die Theorie ist ähnlich.

Die Leitungsgeschwindigkeit des Aktionspotentials wird bestimmt, indem die zurückgelegte Strecke (Länge des Nervs in m) gemessen und durch die Zeit (sec) dividiert wird, die benötigt wird, um den Reflexbogen zu vervollständigen, auch Latenz genannt.

Leitungsgeschwindigkeit = Entfernung (m) /Zeit (Sek).

1. Die Messung der Entfernung ist relativ einfach. Dies kann mit einem Lineal oder einem Maßband erfolgen.
2. Die Messung der Zeit ist komplizierter. Aktionspotentiale reisen sehr schnell; daher sind die zu messenden Zeiten sehr klein und erfordern eine anspruchsvollere Instrumentierung. Der Computer mit PowerLab ist wie das Oszilloskop ideal geeignet, um Ereignisse zu messen, die in sehr kurzer Zeit auftreten.

Die Leitungsgeschwindigkeit eines bestimmten Neurons korreliert mit dem Nervendurchmesser und der Myelinisierung. Myelin, eine lipidreiche Substanz, wirkt wie eine Isolierung, um die Leitungsgeschwindigkeit von Wirbeltierneuronen zu erhöhen. Wirbellosen fehlt es an myelinisierten Neuronen, und die Leitungsgeschwindigkeit ihrer Aktionspotentiale nimmt hauptsächlich infolge eines erhöhten Axondurchmessers zu. Viele wirbellose haben spezialisierte “riesige” Axone, wie der Regenwurm, die Aktionspotentiale sehr schnell leiten.

Zeichnen Sie in Ihrem Labornotizbuch Datentabellen auf, um die Schwellenspannung aufzuzeichnen, die erforderlich ist, um ein Aktionspotential im Frosch und Regenwurm (sowohl mediales als auch laterales Riesenaxon) auszulösen. Aus den drei Zeitversuchen die Zeit zwischen Reizartefakt und Aktionspotential (Latenz in ms) aufzeichnen und die Entfernung wie im Handbuch beschrieben messen. Berechnen Sie die Leitungsgeschwindigkeit in m / s für den menschlichen Ischiasnerv, den Frosch-Ischiasnerv und die medialen und lateralen Riesenaxone des Regenwurms und geben Sie Ihre Daten in das Klassendatenblatt ein. Berechnen Sie die durchschnittliche Leitungsgeschwindigkeit für jede Klasse anhand der Klassendaten.

Leitungsgeschwindigkeit in einem menschlichen Reflexbogen

Wenn die Achillessehne nach dem Klopfen mit einem Reflexhammer gedehnt wird, wird das induzierte Aktionspotential über das Bein zum Rückenmark und wieder nach unten geleitet, wo sich der Gastrocnemius-Muskel (Wadenmuskel) zusammenzieht. Um die Leitungsgeschwindigkeit zu bestimmen, wird die Entfernung, die das Aktionspotential zurücklegt, gemessen und die Zeit zwischen dem Klopfen der Sehne und der Kontraktion des Muskels wird mit PowerLab und ADinstruments Software gemessen.

Der Reflexbogen: Ein Reflexbogen wird durch Dehnen einer Sehne ausgelöst, eine Aktion, die Dehnungsrezeptoren im Muskel stimuliert. Diese Dehnungsrezeptoren reagieren, indem sie ein Aktionspotential in sensorischen Neuronen auslösen. Das Aktionspotential wandert durch diese sensorischen Neuronen zum Rückenmark, wo sie direkt mit Motoneuronen synapsen. Die Erregung wandert zurück zum M. gastrocnemius, wo sie eine Kontraktion des Muskels verursacht. So wird die ursprünglich gedehnte Sehne durch Kontraktion auf ihre ursprüngliche Länge zurückgeführt, wodurch der Reflexbogen vervollständigt wird.
Die Funktion dieser Art von Reflexbogen besteht darin, die Körperhaltung aufrechtzuerhalten. Die Muskeln dehnen sich ständig aus und kehren ohne Eingreifen des Gehirns zu ihrer ursprünglichen Länge zurück. Beachten Sie, dass diese Antwort monosynaptisch ist. Das sensorische Neuron Synapsen direkt mit dem Motoneuron im Rückenmark; es ist kein Interneuron beteiligt.
Das Elektromyogramm (EMG): ist eine Aufzeichnung einer Muskelkontraktion, die von der Haut über einem Muskel entnommen werden kann. Ein Aktionspotential wandert einen Nerv hinunter, durch eine Nerven-Muskel-Verbindung und in einen Muskel. Im Muskel breitet sich das Aktionspotential im gesamten Muskel aus und führt zu einer Kontraktion der Muskelfasern. Der Durchgang der Aktionspotentiale kann durch Elektroden auf der Haut über dem Muskel erfasst werden, die bei Verstärkung (wie im EKG) auf einem Computerbildschirm angezeigt werden können.
Der Reflexhammer: ist ein Schlaghammer zum Testen von Reflexen. Der Hammer, den Sie verwenden, wurde so modifiziert, dass der Hammer beim Auftreffen auf die Sehne einen Stromkreis schließt und ein kleines Signal erzeugt. Dieses Signal wird verwendet, um einen Sweep durch den Computer auszulösen.

Versuchsablauf

1. Setzen Sie die Versuchsperson so auf den Rand der Laborbank, dass ihre Beine frei hängen. Befestigen Sie zwei vorgegossene Elektroden am Körper des Wadenmuskels (Gastrocnemius), etwas links oder rechts von der Mittellinie. Die beiden Elektroden sollten so platziert werden, dass sich ihre Außenkanten in einer vertikalen Linie auf dem Muskel berühren (siehe Abbildung unten). Eine dritte Masseelektrode sollte am Knöchelknochen platziert werden. Befestigen Sie die Kabel an den richtigen Elektroden: Grün für Masse (am Knöchelknochen) und schwarz und weiß für den Wadenmuskel.

C

Abb. 9.1. A, Diagramm eines Reflexbogens bei einem Menschen. Wenn der Dehnungsrezeptor durch den Hammer stimuliert wird, Das Aktionspotential wandert die sensorischen Fasern zum Rückenmark hinauf und Synapsen auf den motorischen Fasern Das Aktionspotential wandert dann wieder den Nerv hinunter, um die Muskelkontraktion zu verursachen, die wir als Reflex beobachten. B, Zwei Elektroden werden wie gezeigt nahe beieinander auf die Wade gelegt. Die dritte Elektrode sollte auf einer knöchernen Oberfläche wie der Kniescheibe oder dem Knöchel platziert werden. C, LabChart 8 Setup-Dateien.

Um eine EMG-AUFNAHME zu machen:

1. Öffnen Sie die Datei: “EMG test settings”. Wenn Sie diese Datei nicht auf dem Desktop finden, fragen Sie Ihren Kursleiter.
2. Um ein EMG zu sammeln: Die Testperson sollte sitzen und ihre Beine und Füße entspannt sein. Drücken Sie START in der unteren rechten Ecke des Bildschirms. Heben Sie vorsichtig die Zehen des Probanden an, um die Achillessehne auf der Rückseite ihres Beins zu dehnen, und drücken Sie die Achillessehne des Probanden mit dem schwarzen Gummiteil des Hammers fest an. Nehmen Sie mehrere EMGs auf, indem Sie den schwarzen Gummiteil des Hammers auf die Achillessehne schlagen und den Reflex in Ch beobachten. 3. Wiederholen Sie dies, bis Sie 3 repräsentative EMGs haben.
3. Wenn Sie einen guten Satz von 3 EMGs haben (siehe Abb. 9.2), messen Sie die Zeit mit dem Cursor vom Beginn des Stimulus (bei Null) bis zur Mitte des ersten Peaks. Wiederholen Sie auf verschiedenen Aufnahmen und durchschnittlich drei.
4. Notieren Sie die Daten in Ihrem Laborhandbuch und in der von Ihrem Ausbilder bereitgestellten Tabelle.
5. Messen Sie mit dem Maßband den Abstand in Zentimetern vom Aufprallpunkt auf die Achillessehne des Probanden bis zu dem ungefähren Punkt, an dem der Brustkorb auf die Wirbelsäule trifft (d. H. Die Länge des sensorischen Nervs) und dann bis zur ersten Elektrode am Gastrocnemius (d. H. Die Länge des motorischen Nervs). In der von Ihrem Kursleiter bereitgestellten PowerPoint-Folie finden Sie ein Diagramm zur Durchführung dieser Messung.
6. Rekord länge und dann berechnen und rekord die leitung geschwindigkeit.

Abb. 9.2. Eine Probe eines EMG, die mit PowerLab auf dem Computer aufgezeichnet wurde. Das Triggersignal liegt zum Zeitpunkt 0 am Eingang 1 (Ch 1) und das EMG an Ch 3 (Rohsignal genannt). Platzieren Sie die Markierung “M” oben auf der ersten Spitze des EMG. Die angezeigte Zeit gibt die Zeit an, die zwischen dem Triggersignal und der Gastrocnemius-Antwort verstrichen ist, d. H. Die Zeit, die die Aktionspotentiale benötigen, um sich entlang der sensorischen Neuronen des Ischiasnervs zum Rückenmark und entlang der Motoneuronen zur ersten (oberen) Elektrode des Gastrocnemius auszubreiten.

Leitungsgeschwindigkeit bei einem Frosch-Ischiasnerv

Im präparierten Ischiasnerv eines Frosches (Rana pipiens oder Xenopus laevis) wird durch einen Stimulator (ein Gerät zur Abgabe präziser elektrischer Reize) ein Aktionspotential ausgelöst. Das Aktionspotential wandert entlang des Nervs und wird erfasst, wenn es zwei externe Elektroden passiert (gemäß der in der Einleitung beschriebenen Methode 2), und die erkannte Antwort wird verstärkt und auf dem Computerbildschirm angezeigt. Die Spur auf dem Computer von Stimulus und Reaktion wird durch den Stimulus ausgelöst; zeit und Distanz werden gemessen und die Geschwindigkeit kann dann berechnet werden.

Zusammengesetztes Aktionspotential: Ein Nerv ist eine Sammlung der Axone vieler Neuronen. Die Axone können unterschiedliche Dicken haben und daher haben ihre Aktionspotentiale unterschiedliche Größen und Geschwindigkeiten. Die Aktionspotentiale, die von der Außenseite des Nervs (extrazellulär) aufgezeichnet werden, sind als zusammengesetztes Aktionspotential bekannt und stellen die Summe der von einzelnen Neuronen abgefeuerten Aktionspotentiale dar. (siehe Abb. 9.3A).

Abb. 9.3. A, Diagramm eines biphasischen Aktionspotentials als extrazelluläre Aufzeichnung eines Nervs. Der Reiz wird auf das linke Ende des Nervs angewendet. B, Dorsale Ansicht der exponierten Frosch linken Hintergliedmaßen und Wirbelsäule.
Der Ischiasnerv ist der große Nerv, der vom Rückenmark zum M. gastrocnemius verläuft. Es enthält sowohl sensorische als auch motorische Neuronen (es ist der Nerv, der stimuliert wird, wenn Sie die menschliche Achillessehne dehnen). In diesem Labor wurde der Frosch betäubt, geopfert und doppelt markiert (sowohl sein Gehirn als auch sein Rückenmark wurden zerstört). Möglicherweise müssen Sie die Haut entfernen.

Um den Ischiasnerv zu sezieren

1. Trennen Sie vorsichtig die dorsalen Oberschenkelmuskeln mit den Fingern und zeigen Sie mit einer stumpfen Glassonde den weißen Ischiasnerv und die begleitenden Blutgefäße auf (siehe Abb. 9.3B). Befreien Sie den Nerv mit einem stumpfen Glashaken vom umgebenden Gewebe im Oberschenkel. Schneiden Sie Muskeln und Bindegewebe um den Nerv herum ab, während Sie den Nerv aus dem Weg halten. Versuchen Sie, den Nerv nicht zu dehnen und den Nerv nicht mit Metall zu berühren, um eine Beschädigung des Nervs zu vermeiden.
2. Halten Sie den Nerv mit Amphibienringen feucht (eine Lösung, die Ionen in der gleichen Konzentration wie im Blut des Frosches enthält).
3. Binden Sie einen Faden fest um das Knieende des Nervs. Schneiden Sie dann den Nerv unterhalb der Schnur und so nah wie möglich am Knie ab.
4. Heben Sie den Nerv vorsichtig an, indem Sie den Faden anheben, und sezieren Sie den Nerv dann bis zu seinem Ursprung im Rückenmark. Seien Sie bei dieser Dissektion besonders im Beckenbereich sehr vorsichtig. Halten Sie den Nerv mit Ringern feucht, bis er in die Nervenkammer gelegt werden kann.

Einrichten der Nervenkammer

1. Öffnen Sie die Frog CAP-Datei auf dem Desktop. Legen Sie den Nerv vorsichtig über die ersten fünf oder sechs Elektroden, beginnend auf der linken Seite der Kammer (siehe Instruktor). Das Nervenende auf der linken Seite der Kammer sollte das vordere Ende des Nervs sein. Das vordere und hintere Ende des Nervs sind farblich mit einer Schnur gekennzeichnet. Wenden Sie sich an Ihren Ausbilder, wenn Sie sich über die Farbcodierung nicht sicher sind.
2. Decken Sie die Nervenkammer mit dem Kunststoffdeckel ab und stellen Sie sicher, dass der Nerv nach dem Schließen des Deckels noch Kontakt mit den Drähten hat. Schließen Sie die Stimulations- und Aufzeichnungselektroden an, wie Sie auf den Fotos unten sehen. Sie haben auch eine Kopie des Fotos im blauen Ordner auf Ihrer Bank. Überprüfen Sie Ihre Elektrodenanordnung mit Ihrem Instruktor, bevor Sie fortfahren.

Um ein zusammengesetztes Aktionspotential

1. aufzuzeichnen, überprüfen Sie, ob die Datei so eingestellt ist, dass sie mit einer Stimulation von 0,05 V (Impulshöhe) beginnt. Um den Nerv bei dieser Anfangseinstellung zu stimulieren, drücken Sie die Starttaste unten rechts auf dem Bildschirm.
2. Erhöhen Sie nun die Impulshöhe (Stimulus) Spannung in 0,05 V Intervallen durch Klicken auf den Pfeil nach oben. Ändern Sie nicht die max. wiederholrate (Verzögerung) oder Pulsbreite (Dauer) Werte für diesen Teil des Experiments. Alles, was Sie ändern werden, ist die Impulshöhe (Spannung). Wenn Sie auf den Aufwärtspfeil klicken, erhöht sich die Amplitude bei jedem Klick um 0,01 V. Sie müssen also mehrmals auf diesen Pfeil klicken. Drücken Sie Start und beobachten Sie die Spur auf dem Bildschirm. Erhöhen Sie die Spannung in 0 weiter.05 V Schritten.
3. Schließlich sollte das zusammengesetzte Aktionspotential beim Schwellenwert als Ablenkung in der Grundlinie erscheinen.
4. Notieren Sie die Schwellenspannung (Impulshöhe)
5. Erhöhen Sie die Spannung schrittweise weiter (erhöhen Sie sie jedoch niemals über 1 V), bis die Amplitude des Aktionspotentials der Verbindung nicht mehr ansteigt (was darauf hinweist, dass die maximale Anzahl von Nervenfasern reagiert) . Wenn stärkere Spannungen zusätzliche Axone stimulieren, wächst das Aktionspotential der Verbindung in der Amplitude.
6. Wenn Sie zwei zusammengesetzte Aktionspotentiale haben, die die gleiche (nahe, wenn fein) Spitzenamplitude erreichen, notieren Sie die Spannung.
7. Wählen Sie eine Spannung, die leicht unter dem Maximum liegt. Erzeugen Sie bei dieser Spannung ein Aktionspotential. Messen Sie mit dem Cursor die Zeit vom Beginn des Stimulus bis zur Mitte des ersten Peaks der biphasischen Reaktion (siehe Abbildung 9.4). Notieren Sie dies als Latenz (die Verzögerung zwischen einem Stimulus und der Initiierung eines AP) in Ihrer Datentabelle. Erzeugen Sie zwei weitere Aktionspotentiale bei derselben Spannung und notieren Sie deren Latenzwert.
8. Überprüfen Sie den Abstand zwischen der zweiten Stimulationselektrode und der ersten Aufzeichnungselektrode (sollte bei diesem Gerät etwa 5 mm betragen). Berechnen Sie anhand dieser Entfernung und Ihrer aufgezeichneten Latenzwerte die Leitungsgeschwindigkeit für alle drei Versuche und mitteln Sie Ihre Ergebnisse, um eine mittlere Leitungsgeschwindigkeit zu erhalten.

Wie kann die Antwort in der Amplitude zunehmen, wenn ein Aktionspotential “alle oder keine” Eigenschaften hat?

Dieses abgestufte Reaktionsphänomen veranschaulicht die Unterschiede in der Schwelle, die zwischen den verschiedenen Größen von Fasern bestehen, aus denen der Nerv besteht. Denken Sie daran, Sie zeichnen von einem Nerv auf, einem großen Bündel von Neuronen, jedes mit einer anderen Schwelle. Wenn die Reizspannung langsam und gleichmäßig erhöht wird, können Sie diskrete Sprünge in der Amplitude des zusammengesetzten Aktionspotentials beobachten, da verschiedene Schwellenwertklassen von Nervenfasern “rekrutiert” werden. Wenn Sie die Amplitude erhöhen, erreichen mehr Neuronen ihre Schwelle und tragen zur Vergrößerung des Aktionspotentials der Verbindung bei. Wenn die Stimulusspannung erhöht wird, wird schließlich ein Punkt erreicht, an dem sich die Wellenform des Aktionspotentials nicht mehr ändert. An diesem Punkt werden alle Fasern im Nerv stimuliert, die auf den Reiz reagieren können (Abb. 9.4). Dies ist eine maximale Antwort.

Zeichnen Sie alle Ihre Versuche auf und speichern Sie sie auf dem Desktop. Es ist eine gute Idee, Daten häufig zu speichern (unter dem Menü Datei: Speichern unter) – im Ordner lab course auf dem Desktop). Achten Sie darauf, Ihren Tier- und Laborabschnitt in Ihren Dateinamen aufzunehmen.

Abb. 9.4. Ein Beispiel für zusammengesetzte Aktionspotentiale (obere Spur) bei zunehmender Reizstärke (untere Spur), die mit der Software LabChart 8 vom Ischiasnerv eines Frosches aufgezeichnet wurden. Spuren, die mehreren Aufnahmen entsprechen, werden überlagert. Stimuli größerer Stärke erzeugen zweiphasige zusammengesetzte Aktionspotentiale größerer Amplitude.

Um die Refraktärzeit zu messen
Wenn zwei Stimuli sehr schnell hintereinander auf den Nerv angewendet werden, können einige oder alle Neuronen, aus denen der Nerv besteht, nicht auf den zweiten Stimulus reagieren, da die Natriumkanäle inaktiviert sind. Sie sind refraktär gegenüber dem zweiten Reiz.

1. Öffnen Sie die Frog-Datei. Die Impulshöhe (Stimulusamplitude / Spannung) ist in dieser Datei auf 0,5 V voreingestellt und wird während dieses Teils des Experiments nicht geändert.
2. Überprüfen Sie, ob die Pulslückenbreite (das Intervall zwischen den beiden Reizimpulsen) zum Starten auf 7 ms eingestellt ist.
3. Drücken Sie Start.
4. Es sollten zwei durch 7 ms getrennte Aktionspotentiale gleicher Höhe erscheinen (Abb. 9.5).
5. Verringern Sie nun die (Pulslückenbreite (Stimulusintervall) zwischen den beiden Stimuli um 0,5 ms-Schritte, indem Sie auf den Abwärtspfeil klicken. Wenn Sie die Pulsabstandsbreite zwischen den Reizen verringern, beginnt die Amplitude des zweiten Aktionspotentials abzunehmen. Notieren Sie die Spaltbreite, wenn Sie diese Abnahme beobachten. Diese Verzögerung stellt die relative Refraktärzeit des Nervs dar. Was geschieht?
6. Verringern Sie die Pulslückenbreite weiter. Beachten Sie, dass Sie möglicherweise in kleineren Intervallen abnehmen müssen, wenn die Impulse näher zusammenrücken.
7. Beachten Sie, dass zu dem Zeitpunkt, zu dem das zweite Aktionspotential verschwindet, alle Neuronen gegenüber dem zweiten Reiz refraktär sind.

Abb. 9.5. Zusammengesetzte Aktionspotentiale, die durch Zwillingsimpulse stimuliert werden, zeigen die Refraktärzeit im Ischiasnerv eines Frosches. Spuren, die aus mehreren Aufnahmen mit LabChart 8 gewonnen wurden, werden überlagert.

Leitungsschwelle und Geschwindigkeit in Regenwurmnerven

HINWEIS: Teile dieses Verfahrens wurden von einem Protokoll geändert, das von Mitarbeitern von ADInstruments geschrieben und mit dem Kauf der PowerLab-Instrumente geliefert wurde.
Gewöhnliche Regenwürmer haben ein Riesenfasersystem, das aus einer einzigen mittleren Riesenfaser und zwei seitlichen Riesenfasern besteht. Die beiden lateralen Fasern sind durch zahlreiche Querverbindungen miteinander verbunden und fungieren als ein einziges Axon.

Versuchsaufbau

1. Legen Sie Ihren Regenwurm in eine Petrischale mit 10% Ethanol in Regenwurmsalzlösung. Lassen Sie den Regenwurm vollständig betäubt werden (d. H. Bis er aufhört, sich zu bewegen, auch wenn er untersucht wird); Überprüfen Sie nach 10 Minuten und sehr 5 Minuten danach. legen Sie den Wurm auf die Sezierschale und berühren Sie den Kopf oder Schwanz, wenn Sie Bewegung sehen, legen Sie den Wurm zurück in die Narkose.
2. Drahtverbindung prüfen (siehe Abb. 9A)
3. Legen Sie den Regenwurm dorsal (dunkel) nach oben auf Ihre Sezierschale. Platzieren Sie das Kopfende (mit dem Clitellum ) oben auf dem Tablett (Abb. 9.6). Achten Sie darauf, den Regenwurm nicht zu weit zu strecken, da dies das Nervenstrang beschädigen kann.
4. Platzieren Sie zwei Stimulatorstifte etwa 2 cm unter dem Clitellum. Verbinden Sie die vom Power Lab kommenden Stimulatorkabel mit den Sezierstiften. Die negative Leitung (Kathode, schwarz) sollte hinter der positiven Leitung (Anode, rot) liegen.
5. Die drei Aufzeichnungselektroden (G, R1, R2) sind chloridierte Silberdrähte. Führen Sie sie vorsichtig in die Schnecke ein, wie in Abb. 9.6B in der Größenordnung von G, R1, R2 im mittleren Abschnitt des Körpers der Schnecke unterhalb der negativen Elektrode. Die Stifte können ziemlich nahe beieinander platziert werden. Positionieren Sie die R2-Elektrode etwa 0,5 bis 1 cm hinter der R1-Elektrode.
6. Messen Sie den Abstand in mm zwischen der zweiten Stimulationselektrode (schwarze Kathode) und der ersten Aufzeichnungselektrode (R1) und zeichnen Sie diese Messung auf. Dies ist die Entfernung, die das Aktionspotential während der Aufnahme zurückgelegt hat.
7. Möglicherweise müssen Sie den gesamten Regenwurm regelmäßig mit der 10% igen Ethanol / Kochsalzlösung mit einer Pipette befeuchten. Überschüssige Kochsalzlösung mit einem Papiertuch vom Wurm abtupfen.

Ein B

Abb. 9.6. Ein PowerLab-Setup zur Aufzeichnung von Regenwurmaktionspotentialen B. Regenwurmanatomie und Elektrodenplatzierung am Regenwurm

Bestimmung der Schwellenspannung für die medialen und lateralen Axone, Berechnung, Leitungsgeschwindigkeit und Beobachtung der Rekrutierung des lateralen Riesenaxons

1. Öffnen Sie die WormAP-Datei auf dem Computerdesktop.
2. Klicken Sie auf Start. Scope zeigt einen Sweep an. Die Auslenkung kurz nach Beginn des Sweeps wird durch Spreizung eines Teils der Stimulusspannung auf die Aufzeichnungselektroden verursacht. Es wird das Stimulus-Artefakt genannt.
3. Erhöhen Sie die Ausgabe um 0.05 Volt durch Klicken auf den Amplituden-Aufwärtspfeil im Stim. Panel.
4. Wiederholen Sie die Schritte 2 und 3 und erhöhen Sie die Amplitude bei jedem Versuch um 0,05 Volt, bis Sie eine Antwort vom mittleren Riesenaxon sehen.
5. Wenn Sie eine Antwort des mittleren Riesenaxons sehen (Abb. 9.7), notieren Sie den Schwellwert. Wenn Sie keine Antwort sehen und einen Reiz von mehr als 1 V verwenden, bitten Sie um Hilfe.
6. Erhöhen Sie den Reiz weiter, bis Sie eine zweite Reaktion mit einer längeren Latenzzeit beobachten (Abb. 9.7). Klicken Sie auf Stop und notieren Sie diesen Schwellenwert für die lateralen Riesenfasern.
7. Speichern Sie Ihre Datei auf dem Desktop.
8. Um die Leitungsgeschwindigkeit zu berechnen, platzieren Sie den Marker am Anfang des Stimulus-Artefakts und den Wellenform-Cursor auf dem Aktionspotentialpeak (Abb. 9.7). Lesen Sie die Zeitdifferenz im oberen Teil des Bereichsfensters ab.
9. Dividieren Sie den (zuvor gemessenen) Abstand zwischen Stimulus- und Aufzeichnungselektrode durch die Zeitdifferenz zwischen den Peaks, um die Leitungsgeschwindigkeit in mm / ms zu bestimmen, die leicht in m / s umgerechnet werden kann.

Abb. 9.7. Elektrophysiologische Aufzeichnung des ventralen Nervenstrangs des Regenwurms, die Aktionspotentiale der medianen und lateralen Riesenfasern zeigt.

10. Verwerfen Sie Ihre Datei oder legen Sie sie in den Ordner für Ihren Laborbereich.

ZUORDNUNG

Material in diesem Labor wird in das Lab practical aufgenommen (zusammen mit dem Material aus Labors 7 & 8) . Stellen Sie sicher, dass Sie die behandelten Konzepte, Berechnungen, statistischen Tests und Grafiken verstehen.

Ergebnisse:
Verwenden Sie Daten aus der gesamten Klasse, um die mittleren Leitungsgeschwindigkeiten der drei heute untersuchten Nerven zu vergleichen. Führen Sie eine ANOVA durch, die die Leitungsgeschwindigkeit (m / s) der Nerven von Mensch, Frosch und Regenwurm vergleicht. Ist der Unterschied auf dem Wahrscheinlichkeitsniveau von 0,05 signifikant? Scheint es einen Unterschied in der Leitfähigkeit der Nerven von Mensch, Frosch und Regenwurm zu geben?

Diskussion:
Die in diesem Labor gesammelten Daten können mit zuvor dokumentierten Leitungsraten der Nerven einer Vielzahl von Wirbeltieren und wirbellosen Tieren verglichen werden. Stimmen Ihre Daten mit diesem breiteren Datensatz überein?

Abb. 9.8. Geschwindigkeit der Nervenimpulsleitung als Funktion des Faserdurchmessers bei einer Vielzahl von Tieren. Modifiziert von Bullock und Horridge, 1965, Struktur und Funktion des Nervensystems von Wirbellosen. In: W. H. Freeman and Company.

Andere Labore in diesem Abschnitt

Labor 7: Anatomie der Wirbeltiere
Labor 8: Zirkulation und Atmung der Wirbeltiere